摘 要：为探究超声波清洗对鲜切紫甘蓝抗氧化系统的影响,将鲜切紫甘蓝进行超声波清洗[超声频率(28±2)kHz、功率密度60 W/L、频率周期400 ms、处理时间20 min]后,于4 ℃条件下贮藏 8 d,研究超声处理对鲜切紫甘蓝中活性氧(reactive oxygen species,ROS)水平、抗氧化酶活性、抗氧化剂含量、抗氧化能力以及氧化损伤等指标的影响。结果表明,与蒸馏水清洗对照组相比,超声波清洗在贮藏初期能诱导鲜切紫甘蓝中超氧阴离子(superoxide anion 
和H2O2的产生,在贮藏后期减少了
和H2O2的积累。超声处理提高了抗氧化酶,即超氧化物歧化酶(superoxide dismutase,SOD)和过氧化氢酶(catalase,CAT)的活性。尤其是在贮藏第2天,超声清洗后鲜切紫甘蓝中的SOD和CAT活性分别增加了31%和26%。此外,超声处理还通过增强抗坏血酸过氧化物酶(ascorbate peroxidase,APX)和谷胱甘肽还原酶(glutathione reductase,GR)的活性提高了鲜切紫甘蓝中内源性抗氧化剂抗坏血酸(ascorbic acid,AsA)和还原型谷胱甘肽(reduced glutathione,GSH)的含量。尤其是在贮藏第4天,超声清洗后鲜切紫甘蓝中的APX活性、GR活性、AsA含量、GSH含量分别增加了20%、17%、9%和9%。超声清洗还提高了鲜切紫甘蓝的抗氧化能力,并有效抑制了贮藏后期丙二醛和相对电导率的增加。由此可见,超声清洗引起的ROS的累积,触发了鲜切紫甘蓝的氧化应激防御机制。抗氧化酶活性的激活以及抗氧化剂含量的增加,提高了鲜切紫甘蓝的抗氧化能力,降低了鲜切紫甘蓝的氧化损伤。
HONG Chen, OUYANG Ningning, GUO Lina, et al. Effects of ultrasonic washing on the antioxidant systems of fresh-cut red cabbages[J]. Journal of Food Science and Technology, 2025,43(2):127-140.
紫甘蓝(Brassica oleracea var. capitata f. rubra)作为芸薹属重要的叶用蔬菜之一,不仅富含糖类、矿物质和维生素等多种营养物质,还含有酚类物质、硫代葡萄糖苷和类胡萝卜素等特色功能性成分,在抗癌、抗氧化等方面发挥着重要作用[1-3]。在国内外,紫甘蓝常被制成鲜切蔬菜用于沙拉中[4]。鲜切蔬菜又称最少加工蔬菜,是指新鲜蔬菜经过挑选、清洗、切分、杀菌保鲜和包装等一系列处理后,能够供消费者直接食用、供餐饮业直接使用的加工产品,具有新鲜、便捷、营养、可食率高等优点[5]。近年来,鲜切蔬菜的清洗技术发展迅速,主要包括物理清洗、化学清洗和生物清洗等。机械水力、热水和超声波清洗等物理清洗技术由于操作简单、绿色环保、安全性高等优点而广受人们的认可[6]。
超声波清洗技术作为一种无残留、安全、环境友好的新技术,已被广泛应用于鲜切蔬菜加工过程中[7-8]。超声波清洗不仅能提高蔬菜品质、降解农残、减少微生物污染,还能促进蔬菜中次生代谢产物的生物合成[9],但有研究发现,超声处理会产生氧化应激现象[10-11]。超声波的空化效应产生大量的高活性自由基,从而产生或增加活性氧(reactive oxygen species,ROS),引起植物细胞氧化应激,触发植物的抗氧化防御系统[12-13]。 ROS是参与植物生长发育、胁迫适应以及程序性细胞死亡的重要因子[14]。在植物正常生理情况下,其组织内ROS的产生与清除维持动态平衡状态;但超声胁迫会诱导植物产生大量的ROS[15],并且过量的ROS会对植物细胞产生毒害作用[16-17]。为抵抗超声诱导的ROS应激,植物会通过提高自身的ROS清除系统活性即抗氧化系统(抗氧化酶和抗氧化剂组成)活性来抑制其积累,从而减弱氧化应激[18-19]。Yu等[20]提出,超声波作为一种非生物胁迫,会诱发罗马生菜中ROS的产生,从而刺激酚类等内源性抗氧化剂的生物合成以清除过多的ROS。Yeoh 等[21]认为,超声波空化作用产生自由基使鲜切菠萝处于氧化应激环境中,鲜切菠萝在贮藏期间通过提高其自身的总酚含量和抗氧化活性来增强抗氧化防御机制。Chen等[22]也发现,紫球藻通过增强自身的抗氧化酶活性以及抗氧化剂含量来降低超声应激下的氧化损伤。因此,可以合理地推测,超声处理可能通过诱导鲜切紫甘蓝中的抗氧化剂或抗氧化酶活性来缓解氧化应激。然而,迄今为止,关于超声处理对鲜切紫甘蓝抗氧化防御系统影响的研究很少。
为深入研究超声清洗对鲜切紫甘蓝抗氧化系统的影响,本研究拟从ROS水平、抗氧化酶活性、抗氧化剂含量、抗氧化能力以及氧化损伤五个方面进行探讨,旨在为超声清洗技术在鲜切果蔬贮藏保鲜方面的应用提供理论依据,也为后续从分子层面探究活性氧代谢奠定基础。
市售紫甘蓝,购买于镇江市京口区东风菜市场。H2O2测试盒,购买于南京建成生物工程研究所;总抗氧化能力检测试剂盒、还原型辅酶Ⅱ(nicotinamide adenine dinucleotide phosphate,NADPH),购买于上海碧云天生物技术有限公司;植物超氧化物歧化酶(superoxide dismutase,SOD)酶联免疫分析试剂盒,购买于上海通蔚实业有限公司;氧化型谷胱甘肽(oxidized glutathione,GSSG),购买于上海麦克林生化科技股份有限公司;α-萘胺、对氨基苯磺酸、二硫代硝基苯甲酸 、1,1-二苯基-2-三硝基苯肼(1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl,DPPH),购买于上海阿拉丁生化科技股份有限公司。其他实验试剂购买于国药集团化学试剂有限公司。实验所用试剂均为分析纯。
脉冲扫频平板式超声设备,自行研制,委托无锡泛博生物工程有限公司制造;HH-4型数显恒温水浴锅,上海力辰邦西仪器科技有限公司;OptiClean1300型洁净工作台,上海力康生物医疗科技有限公司;JYL-C012E型匀浆机,山东九阳股份有限公司;TU-1800型紫外可见分光光度计,北京普析通用仪器有限公司;TGL 18M型台式高速离心机,江苏凯特试验仪器有限公司;DDS-11A型电导率仪,上海雷磁创益仪器仪表有限公司;Multiskan FC型酶标仪,赛默飞世尔(上海)仪器有限公司。
1.3.1 样品超声处理
挑选大小合适、颜色正常、无虫害、无明显损伤、新鲜度高的紫甘蓝,剥去最外层的蜡质层,去除白色根部。取紫甘蓝中间叶片为实验原料,清洗去除表面砂石尘土后,切分成0.5 cm×5 cm细丝,充分混合后晾干。
本实验使用平板超声设备(图1)对鲜切紫甘蓝进行处理。取500 g鲜切紫甘蓝,放置于超声清洗槽内进行超声清洗。基于前期对超声参数优化的实验研究[1],采用超声处理条件:超声频率(28±2)kHz,功率密度60 W/L,频率周期400 ms,超声时间20 min。超声装备配有水浴锅和蠕动泵作为实验温控系统,在整个实验过程中将水温保持在20 ℃,以避免热效应。处理后,用果蔬甩干器脱水,并用滤纸擦除叶片表面多余水分,放置超净台沥干。沥干后的样品装入聚乙烯保鲜袋中,置于4 ℃冰箱中贮藏备用。分别在贮藏的第0、2、4、6、8天进行取样,用于指标测定。对照组样品处理方式:鲜切紫甘蓝样品置于超声清洗槽内静态清洗20 min,不进行超声处理,其他步骤同上。试验至少重复3次。
图1 平板超声设备
Fig.1 Flat-plate ultrasound equipment
1.3.2 ROS含量的测定
ROS含量以超氧阴离子
产生速率和H2O2含量为指标。采用羟胺氧化法测定
产生速率,参照Song等[23]的方法并稍加修改。准确称取30 g鲜切紫甘蓝,加入150 mL,pH值为7.8,50 mmol/L磷酸钠缓冲液(phosphate buffer saline,PBS),使用匀浆机匀浆2 min。将混合物在 4 ℃、10 000 r/min 条件下离心15 min,收集上清液备用。取1 mL上清液,加入1 mL盐酸羟胺溶液(10 mmol/L),充分混匀后在25 ℃水浴条件下保温30 min。向混合液中加入4 mL对氨基苯磺酸溶液(17 mmol/L)与4 mL α-萘胺(7 mmol/L)混合,混匀后在25 ℃水浴中继续保温30 min,最后测定反应溶液在520 nm处的吸光度并通过亚硝酸钠标准曲线计算出产生速率,结果以单位时间(h)单位质量(g)鲜重果蔬组织产生的物质的量(μmol)表示,μmol/(g·h)。H2O2含量参照H2O2试剂盒说明书测定,按样本鲜重计算,结果以μmol/g表示。
1.3.3 抗氧化酶活力的测定
粗酶提取液的制备:参照Habibi等[24]描述的方法进行酶的提取并略加修改。称取30 g鲜切紫甘蓝,加入150 mL经过4 ℃预冷的PBS缓冲溶液(pH值为7.8,50 mmol/L),内含2 mmol/L乙二胺四乙酸溶液(ethylene diamine tetraacetic cid,EDTA)和1%聚乙烯吡咯烷酮。将样品匀浆2 min,并在4 ℃、10 000 r/min条件下离心10 min,取上清液用于测定抗氧化酶活性,酶活性按样本鲜重计算。
SOD活性采用植物SOD酶联免疫分析试剂盒测定,按照制造商的说明进行操作,结果以U/g表示。
过氧化氢酶(catalase,CAT)活性的测定参照Pan等[25]的方法略加修改。将0.5 mL的粗酶提取物加入3.5 mL的反应缓冲液中,该缓冲液包含2 mL的PBS缓冲液(pH值为7.0,50 mmol/L)和0.5 mL的H2O2(40 mmol/L)。在波长240 nm处每隔15 s测定吸光值,以每分钟吸光度变化0.01为1个CAT活性单位,结果以U/g表示。
抗坏血酸过氧化物酶(ascorbate peroxidase,APX)活性的测定参照Yang等[26]的方法略加修改。反应缓冲液由2.6 mL PBS缓冲液(pH值为7.0,50 mmol/L)组成,内含0.1 mmol/L EDTA和0.5 mmol/L抗坏血酸(ascorbic acid,AsA)。向反应缓冲液中加入0.1 mL粗酶提取液,并用0.3 mL H2O2(2 mmol/L)启动反应。在波长290 nm处每隔15 s测定吸光值,以每分钟吸光度变化0.01为1个APX活性单位,结果以U/g表示。
谷胱甘肽还原酶(glutathione reductase, GR)活性的测定参照Zhao等[27]的方法略加修改。整个反应体系包含2.7 mL PBS缓冲液(pH值为7.5,100 mmol/L,含1 mmol/L EDTA)、0.1 mL 5 mmol/L GSSG溶液、0.2 mL酶液和40 μL 4 mmol/L NADPH溶液,其中,NADPH溶液最后加入以启动酶促反应。在波长340 nm处每隔15 s测定吸光值,以每分钟吸光度变化0.01为1个GR活性单位,结果以U/g表示。
1.3.4 AsA和还原型谷胱甘肽含量的测定
AsA含量采用钼蓝比色法测定,具体方法参照《植物生理学实验》[28]。AsA含量按样本鲜重计算,结果以mg/100 g表示。
还原型谷胱甘肽(reduced glutathione,GSH)含量的测定参照Lin等[29]的方法略加修改。称取30 g鲜切紫甘蓝,加入150 mL经过4 ℃预冷的50 g/L三氯乙酸溶液(含5 mmol/L EDTA),匀浆2 min。 将样品在 4 ℃、10 000 r/min条件下离心10 min,取上清液用于测定GSH含量。取2 mL样品溶液,依次加入4 mL PBS缓冲液(pH值为7.0,0.2 mol/L)、0.4 mL二硫代硝基苯甲酸溶液(1 mmol/L),混合均匀后在 25 ℃条件下反应5 min,在波长412 nm处测定吸光值。GSH含量按样本鲜重计算,结果以mg/100 g表示。
1.3.5 抗氧化能力的测定
2,2’-联氮双-(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸)二铵盐[2,2’-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid),ABTS]阳离子自由基清除力的测定采用总抗氧化能力检测试剂盒。ABTS阳离子自由基清除力用6-羟基-2,5,7,8-四甲基色烷-2-羧酸等效抗氧化能力表示,按样本鲜重计算,结果以μmol/100 g表示。
DPPH自由基清除能力的测定参照刘依朦[30]的方法略加修改。取30 g的鲜切紫甘蓝样品,加入150 mL体积分数为5%的甲醇,匀浆2 min。将样品在4 ℃条件下以10 000 r/min离心10 min,收集上清液用于测定。取0.5 mL样品溶液,向其中加入2.5 mL浓度为60 μmol/L的DPPH溶液后混匀,暗处静置30 min,于517 nm处测定吸光值记为A1;同时取0.5 mL样品溶液加入2.5 mL体积分数为5%的甲醇溶液混合,测得的吸光值记为A2;取0.5 mL体积分数为5%甲醇加入2.5 mL浓度为60 μmol/L的DPPH溶液混匀,测得的吸光值记为A0,用式(1)计算样品的DPPH自由基清除率。
DPPH自由基清除率
(1)
1.3.6 丙二醛含量和相对电导率的测定
丙二醛(malondialdehyde,MDA)含量采用硫代巴比妥酸法测定,参照王馨渝等[31]的方法略加修改。称取30 g样品,加入150 mL 100 g/L的三氯乙酸,匀浆2 min。将样品在4 ℃条件下以10 000 r/min 离心10 min,收集上清液用于测定。取5 mL上清液,加入5 mL 6.7 g/L硫代巴比妥酸,混合均匀后在沸水浴中煮20 min,冷却后再次进行离心获得上清液。分别在450、532、600 nm波长处测定溶液吸光值。MDA含量按样本鲜重计算,结果以μmol/g 表示。
电导率的测定参考Wu等[32]方法并稍加修改。选取位置差不多的叶片,用打孔器将叶片打成直径0.8 cm的圆片。准确称取2 g叶片圆片,浸泡于20 mL 25 ℃的蒸馏水中30 min,测量溶液电导率(R0)。将混合物煮沸10 min,冷却至25 ℃后加入蒸馏水补足到20 mL,再次测量电导率(R1)。相对电导率则是R0与R1的比值。
每组试验至少重复3次,结果以“平均值±标准偏差”表示。采用Excel软件对实验数据进行处理、绘图,使用SPSS 19.0软件(SPSS Inc., USA)进行单因素方差分析(one-way ANOVA),采用Duncan检验分析数据间的显著性差异(P<0.05)。
ROS被认为是植物细胞有氧代谢过程中不可避免的副产物,其中,和H2O2是ROS的重要组分,在调节果蔬采后的品质方面发挥着重要作用[33]。超声清洗后,鲜切紫甘蓝贮藏期间产生速率和H2O2含量的变化见图2。
CK为对照组,US为超声处理组;不同大写字母表示不同的处理在同一贮藏时间的结果差异显著(P<0.05),不同小写字母表示同一处理在不同贮藏时间的结果差异显著(P<0.05)。
图2 超声处理对鲜切紫甘蓝贮藏期间
产生速率和H2O2含量的影响
Fig.2 Effects of ultrasound treatment on production rate and H2O2 content during storage of fresh-cut red cabbages
从图2(a)可以发现,贮藏期间,对照组和超声处理组鲜切紫甘蓝中的产生速率均呈现先上升后下降的趋势,并在贮藏第4天达到峰值,分别为5.74、5.16 μmol/(g·h)。类似的现象也在鲜切生菜[34]以及鲜切甘蓝等[35]研究中发现,这可能是因为鲜切给果蔬带来的机械损伤诱导了贮藏初期ROS的积累[36]。此外,在贮藏初期,超声清洗后的鲜切紫甘蓝中产生速率显著高于对照组(P<0.05),这说明超声处理能够迅速诱导的产生。李萍[37]也发现,超声波处理后的柿果实在贮藏期间产生速率高于未处理组。这一方面可能是因为超声作为非生物胁迫之一,扰乱了正常的细胞代谢,诱导了的产生[15];另一方面,可能是因为超声波的空化作用引起化学效应,可以产生大量自由基,增加了ROS的含量[38]。而在贮藏后期,对照组的产生速率却显著高于超声处理组(P<0.05)。这可能是因为超声激活了清除相关的抗氧化酶(如SOD)或促进了相关抗氧化剂的产生,从而抑制了的积累。此外,产生速率的降低还可能是因为超声处理的杀菌作用,减少了微生物对鲜切紫甘蓝细胞的侵染,延缓了细胞膜损伤导致的ROS清除能力下降[39]。
从图2(b)可以发现,贮藏期间,对照组和超声处理组鲜切紫甘蓝中的H2O2含量均呈现不断波动的趋势。在贮藏初期,鲜切紫甘蓝中的H2O2含量呈现上升趋势,这可能与鲜切引起的机械损伤有关。但在贮藏第4天时,H2O2含量存在短暂的下降,在这之后又出现回升。这可能是因为H2O2含量与多种ROS代谢酶相关,如SOD参与的反应可以产生H2O2,而APX、CAT和过氧化物酶等则具有清除作用[36]。此外,在贮藏初期,超声清洗后的鲜切紫甘蓝中H2O2含量显著高于对照组(P<0.05),而在贮藏后期,其含量虽然低于对照组,但却没有显著性差异(P>0.05)。这与超声作用后产生速率的变化相一致。因此可以类似地推测,在贮藏初期,超声的胁迫作用及其自身的空化效应促进了H2O2的产生,而在贮藏后期,超声处理可能通过激活APX、CAT和过氧化物酶活性或利用相关抗氧化剂,从而及时清除了过量的H2O2。Safari等[40]也发现,在贮藏前期H2O2含量的增加在一定程度上并不是毒性ROS,这种水平H2O2的增加对榛子细胞没有损害作用,而是触发了其抗氧化系统。
本研究中超声处理在鲜切紫甘蓝贮藏前期提高了产生速率和H2O2的含量,打破了鲜切紫甘蓝体内的ROS平衡,但在后期抑制了和H2O2的积累以防止过多的ROS氧化细胞成分和破坏细胞结构。在其他研究中也曾发现,即使在贮藏初期,超声处理也可以抑制ROS的产生。范凯[34]发现,超声联合气调处理能够抑制鲜切生菜和黄瓜在整个贮藏期间的生成量。李萍[37]的研究也表明,超声处理降低了柿果实在整个贮藏期间H2O2的含量。然而,Zhang等[41]却研究发现,超声处理能够增加整个贮藏期间鲜切藕片中和H2O2的含量。超声对ROS含量的不同影响可能与其处理条件的差异有关[42]。
SOD和CAT是酶促抗氧化系统中较为关键的ROS清除酶。SOD是清除ROS的第一道防线,能特异性地将难以直接清除的歧化为H2O2和O2。超声处理后鲜切紫甘蓝中SOD和CAT活性的变化见图3。 如图3(a)所示,对照组和超声处理组鲜切紫甘蓝中的SOD活性均呈现先上升后下降的趋势,并在贮藏第2天达到峰值。在整个贮藏期间,超声处理后鲜切紫甘蓝中的SOD活性整体高于对照组,尤其是在第2天,超声组的SOD活性(24.13 U/g)是对照组(18.42 U/g)的1.31倍,提高了31%。类似的结果也在超声作用后的鲜切西生菜[30]、鲜切红薯[25]和香菇[43]等中发现。SOD活性受其底物的调控[44],切割与超声处理均能造成的积累,从而激发了SOD的活性以保护植物体免受氧化损伤。 因此在贮藏初期,SOD活性呈现上升趋势,并且超声组SOD活性显著高于对照组(P<0.05)。而SOD又反作用于的清除 ,这可能是超声组中产生速率在贮藏后期显著低于对照组的原因。此外,超声组中SOD活性较高还可能是因为SOD分子构象的改变。超声波在适宜条件下所产生的空化效应和机械效应能改变SOD的分子构象,促进细胞代谢过程中底物与酶的接触,从而促进其催化活性[45]。
CK为对照组,US为超声处理组;不同大写字母表示不同处理在同一贮藏时间的结果差异显著(P<0.05),不同小写字母表示同一处理在不同贮藏时间的结果差异显著(P<0.05)。
图3 超声处理对鲜切紫甘蓝贮藏期间SOD和CAT活性的影响
Fig.3 Effects of ultrasonic treatment on SOD and CAT activities of fresh-cut red cabbages during storage
CAT作为H2O2的清除酶也在植物抗氧化系统中扮演着十分重要的角色。CAT能催化H2O2降解生成对机体无害的水和氧气,且这一过程不需要还原剂的参与[46],能有效地抑制过多的H2O2积累,进一步维持了机体的稳定。由图3(b)可知,贮藏期间,对照组和超声处理组鲜切紫甘蓝中的CAT活性均呈现不断上升的趋势,尤其是在贮藏后期,CAT活性快速增加,这可能是造成贮藏后期H2O2含量快速下降的重要原因[47]。从整体上看,超声处理后鲜切紫甘蓝中的CAT活性高于对照组。类似的结果也在超声作用后榛子细胞[40]和樱桃番茄[48]等中发现,这可能是因为超声改变了CAT的二级结构,使其从有序结构向无规则结构转变,最终造成CAT活性的改变[49]。而在贮藏第2天,超声组的CAT活性(72.50 U/g)显著高于对照组(57.50 U/g)(P<0.05),提高了26%。这也可能是受到了H2O2含量的影响,超声刺激诱导贮藏初期 H2O2含量产生,为 CAT提供了更多的反应底物,导致 CAT活性增加[50]。
在活性氧清除系统中,除了SOD、CAT等活性氧清除酶,抗坏血酸(AsA)、谷胱甘肽(GSH)以及相关的抗坏血酸过氧化物酶(APX)、谷胱甘肽还原酶(GR)所构成的AsA-GSH循环也起到至关重要的作用[51]。AsA-GSH循环是植物抗氧化代谢的重要途径,主要用于清除植物体内的H2O2。此外,还有研究表明,这两种主要非酶抗氧化剂除了通过酶促反应清除H2O2外, 还能够参与清除其他的ROS,如
单态氧(1O2)和羟基自由基(·OH)等[52]。超声处理后鲜切紫甘蓝中AsA-GSH循环的变化见图4。
CK为对照组,US为超声处理组;不同大写字母表示不同处理在同一贮藏时间的结果差异显著(P<0.05),不同小写字母表示同一处理在不同贮藏时间的结果差异显著(P<0.05)。
图4 超声处理对鲜切紫甘蓝贮藏期间AsA、GSH含量和APX、GR活性的影响
Fig.4 Effects of ultrasonic treatment on AsA content, GSH content and APX activity, GR activity during storage of fresh-cut red cabbages
如图4(a)和图4(c)所示,对照组和超声处理组鲜切紫甘蓝中的AsA含量和APX活性在贮藏期间均呈现先增加后降低的趋势,并且AsA含量和APX活性分别在第4天和第6天到达峰值。从整体来看,超声清洗后的鲜切紫甘蓝中AsA含量高于对照组,但只有在第4天有显著性差异(P<0.05)。此时,与对照组(91.38 mg/100 g)相比,超声清洗后鲜切紫甘蓝中AsA含量(99.47 mg/100 g)提高了9%。而超声处理组中的APX活性始终显著高于对照组(P<0.05)。尤其是在贮藏第4天,与对照组(483.13 U/g)相比,超声处理后的APX活性(577.50 U/g)提高了将近20%。类似地,如图4(b)和图4(d)所示,对照组和超声处理组鲜切紫甘蓝中GSH含量和GR活性在贮藏期间也呈现先增加后降低的趋势,超声处理组和对照组的峰值分别在第4天和第6天出现。超声处理显著提高了贮藏前期鲜切紫甘蓝中的GSH含量和GR活性(P<0.05),但从第6天开始,两组间的GSH含量和GR活性无显著差异(P>0.05)。其中,在贮藏第4天,超声处理后的GSH含量和GR活性分别增加了9%和17%。
对照组和超声处理组中的AsA和GSH含量在贮藏初期逐渐增加,这可能与果蔬的持续成熟和衰老有关[49];而在贮藏后期含量的下降,则可能是由于ROS的清除。此外,在本研究中,AsA和GSH含量的变化与其对应的APX和GR活性变化相一致。因此,“AsA和GSH含量的积累”与“APX和GR活性”相关。聂鑫森[53]也在研究中得到类似的结论,认为“缓解AsA和GSH含量的下降”与“保持APX 和 GR的高酶活性”有关。在本研究中,超声处理促进了鲜切紫甘蓝中AsA和GSH含量的积累,这与GR活性的激活相关。GR的主要生理功能是将GSSG还原成GSH,为H2O2的清除提供还原力,而GSH被用作AsA-GSH循环酶的底物以生成AsA[54]。GR活性的增加促进了其产物GSH的生成,从而为AsA的合成提供充足的底物。AsA合成过程中底物利用率增加也可能引起超声处理后鲜切紫甘蓝中AsA含量增长[55]。AsA和GSH作为此循环中重要的非酶促抗氧化剂,在维持果蔬细胞的氧化还原稳态中起关键作用[56]。AsA和GSH含量的增加可使鲜切紫甘蓝在贮藏过程中保持较高的氧化还原状态,从而增强了AsA-GSH循环,降低ROS积累[57]。此外,Cong等[58]研究发现,低温等离子活化水含有高浓度的ROS和其他活性物质,能刺激枸杞大量产生AsA等抗氧化剂,从而维持细胞内ROS的稳定。因此,超声处理后鲜切紫甘蓝中ROS含量的提高也是诱导AsA和GSH产生的重要原因。APX需要以AsA为电子供体来消除H2O2, 其活性受到H2O2及AsA含量的影响[59]。超声处理促进了鲜切紫甘蓝中H2O2和AsA的积累,这为APX提供了更多的反应底物,导致APX活性快速增加[50]。APX和CAT虽然都能清除H2O2,但APX活性在贮藏初期就显著增加,而CAT活性在贮藏后期快速上升,这可能是因为这两种酶对H2O2的亲和力不同且属于不同的H2O2清除酶类别。与CAT相比,APX对H2O2的亲和力更高,因此APX能在贮藏初期就快速上升[60]。而这种亲和力的差别可能与酶的功能有关,APX负责精细调节ROS,使其作为信号分子使用,而CAT 可能负责清除过量的ROS[61]。值得注意的是,超声处理提高了催化分解H2O2的CAT和APX活性,但鲜切紫甘蓝中H2O2的含量并没有显著减少,这种现象可能是超声处理组中H2O2含量的增加促进了抗氧化酶活性的增强,从而使H2O2的含量即便增加也处于可控状态[62]。
本研究选取ABTS阳离子自由基清除力和DPPH自由基清除力作为衡量鲜切紫甘蓝抗氧化能力的指标,实验结果见图5。从图5(a)可以看出,贮藏期间,超声处理组和对照组中鲜切紫甘蓝ABTS阳离子自由基清除力先上升后下降,在第4天达到峰值,分别为812.91、774.12 μmol/100 g。除了第0天和第8天,其余贮藏时间中超声组的ABTS阳离子自由基清除力都显著高于对照组(P<0.05)。从图5(b)可以看出,贮藏期间,超声处理组和对照组中DPPH自由基清除能力的变化趋势也是先上升后下降,分别在第4天和第2天达到峰值。在贮藏前2天,超声组与对照组没有显著性差异(P>0.05),但在这之后,超声组的DPPH自由基清除力显著高于对照组(P<0.05)。总体来看,超声清洗显著提高了鲜切紫甘蓝贮藏期间的抗氧化能力。类似的结果也在超声处理后的番茄[63]、鲜切生菜[20]和草莓[64]等研究中发现。已有研究表明,果蔬的抗氧化能力与其内源性抗氧化物质有关[63],尤其是AsA、GSH以及酚类化合物等抗氧化剂在其中发挥了巨大作用[65]。Wang等[48]认为,超声处理后番茄中DPPH自由基清除力增加的原因主要是酚类物质和AsA含量的增加。Lu等[63]也在研究中发现,超声处理后番茄的总酚含量和AsA含量均高于对照组,这与处理番茄的DPPH自由基清除力升高呈正相关。在前期的研究中,已经发现超声可以促进鲜切紫甘蓝中酚类物质的增加[1]。在本研究中,我们又发现超声清洗后鲜切紫甘蓝中AsA和GSH含量增加。因此,超声清洗后鲜切紫甘蓝中抗氧化能力的提高可能与其内源性酚类物质、AsA和GSH含量的增加有关。
CK为对照组,US为超声处理组;不同大写字母表示不同处理在同一贮藏时间的结果差异显著(P<0.05),不同小写字母表示同一处理在不同贮藏时间的结果差异显著(P<0.05)。
图5 超声处理对鲜切紫甘蓝贮藏期间自由基清除力的影响
Fig.5 Effects of ultrasonic treatment on radical scavenging capacity of fresh-cut red cabbages during storage
MDA含量和相对电导率是评估细胞膜完整性的2个重要指标。MDA是脂质与氧自由基反应形成的产物之一,是氧化应激的重要指标。MDA的大量积累是由膜脂肪酸过氧化导致半透膜损伤所致,是评价膜脂质氧化损伤和过氧化的生物标志物[66]。相对电导率是衡量细胞膜通透性的重要指标,也能在一定程度上反映植物细胞膜的损伤程度以及受到的氧化应激水平[67]。超声处理后鲜切紫甘蓝中MDA含量和相对电导率的变化见图6。
CK为对照组,US为超声处理组;不同大写字母表示不同处理在同一贮藏时间的结果差异显著(P<0.05),不同小写字母表示同一处理在不同贮藏时间的结果差异显著(P<0.05)。
图6 超声处理对鲜切紫甘蓝贮藏期间MDA含量和相对电导率的影响
Fig.6 Effects of ultrasonic treatment on MDA content and relative conductivity of fresh-cut red cabbages during storage
由图6可知,贮藏期间,超声处理组和对照组中的MDA含量和相对电导率均不断上升,这可能与鲜切紫甘蓝在贮藏期间的衰老有关。切分后细胞膜受到不可逆的伤害,膜透性不断增加,加速甘蓝组织衰老以及品质劣变[68]。在贮藏初期,两组之间的MDA含量和相对电导率均没有显著性差异(P>0.05),但在第0天的时候,超声处理组的MDA含量和相对电导率还是略高于对照组,这可能是初始阶段超声刺激了ROS增加的结果。过高的ROS含量能够使植物细胞膜发生氧化并破坏其完整性[69]。但在贮藏后期,超声处理组的MDA含量和相对电导率均显著低于对照组(P<0.05)。这可能是因为超声处理激活了鲜切紫甘蓝的抗氧化酶活性,提高了抗氧化剂含量,增强了其抗氧化能力,从而提高了ROS的清除速率,减缓了鲜切紫甘蓝细胞膜的损伤程度[70-73]。另一方面,超声清洗产生的抑菌效果有利于在贮藏后期减少微生物对细胞膜的损害,从而延缓了MDA含量和相对电导率的增加[39]。
超声波清洗激活了鲜切紫甘蓝的氧化应激防御系统。超声波清洗在鲜切紫甘蓝贮藏初期提高了产生速率和H2O2的含量,ROS的积累激活了鲜切紫甘蓝的抗氧化系统。超声波清洗增强了抗氧化酶 CAT、SOD、APX 和 GR 活性,提高了抗氧化剂AsA和GSH含量,从而改善了鲜切紫甘蓝的ABTS阳离子自由基清除能力和DPPH自由基清除力,并在贮藏后期减少了和H2O2的积累,抑制了MDA含量和相对电导率的增加。因此,超声波清洗产生的ROS积累激活了鲜切紫甘蓝的氧化应激防御机制,提高了其抗氧化能力,降低了氧化损伤。本研究旨在为超声清洗技术在鲜切紫甘蓝保鲜和贮藏方面的应用提供理论基础。为进一步探讨超声波清洗后鲜切果蔬的防御机制,后续需在分子层面进行更为深入的研究。
[1] HONG C, ZHOU H C, ZHAO Y M, et al. Ultrasonic washing as an abiotic elicitor to induce the accumulation of phenolics of fresh-cut red cabbages: effects on storage quality and microbial safety[J]. Frontiers in Nutrition, 2022, 9: 1006440.
[2] WICZKOWSKI W, SZAWARA-NOWAK D, TOPOLSKA J. Red cabbage anthocyanins: profile, isolation, identification, and antioxidant activity[J]. Food Research International, 2013, 51(1): 303-309.
[3] 王丹, 鲁榕榕, 马越, 等. 切分方式对鲜切紫甘蓝营养品质和挥发性风味物质的影响[J]. 食品科学技术学报, 2020, 38(4): 27-36.WANG D, LU R R, MA Y, et al. Effect of cutting direction on nutritional quality and volatile flavor substances of fresh-cut purple cabbage[J]. Journal of Food Science and Technology, 2020, 38(4): 27-36.
[4] PODSED
K A. Natural antioxidants and antioxidant capacity of Brassica vegetables: a review[J]. LWT-Food Science and Technology, 2007, 40(1): 1-11.
[5] OLIVEIRA M, ABADIAS M, USALL J, et al. Application of modified atmosphere packaging as a safety approach to fresh-cut fruits and vegetables: a review[J]. Trends in Food Science and Technology, 2015, 46: 13-26.
[6] RAMOS B, MILLER F A, BRAND
O T R S, et al. Fresh fruits and vegetables: an overview on applied methodologies to improve its quality and safety[J]. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 2013, 20: 1-15.
[7] 张丽芬, 张盼盼, 潘润森, 等. 超声协同钙浸渍对樱桃番茄贮藏过程中番茄红素和品质特性的影响[J]. 食品科学技术学报, 2021, 39(1): 54-64.ZHANG L F, ZHANG P P, PAN R S, et al. Effects of ultrasound combined with calcium impregnation on lycopene and quality properties of cherry tomatoes during storage[J]. Journal of Food Science and Technology, 2021, 39(1): 54-64.
[8] LOZOWICKA B, JANKOWSKA M, HRYNKO I, et al. Removal of 16 pesticide residues from strawberries by washing with tap and ozone water, ultrasonic cleaning and boiling[J]. Environmental Monitoring and Assessment, 2016, 188(1): 51.
[9] JIANG Q, ZHANG M, XU B. Application of ultrasonic technology in postharvested fruits and vegetables storage: a review[J]. Ultrasonics Sonochemistry, 2020, 69: 105261.
[10] HONG C, ZHAO Y, ZHOU C, et al. Ultrasonic washing as an abiotic elicitor to increase the phenolic content in fruits and vegetables: a review[J]. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 2023, 22(2): 785-808.
[11] WU J, GE X. Oxidative burst, jasmonic acid biosynthesis, and taxol production induced by low‐energy ultrasound in Taxus chinensis cell suspension cultures[J]. Biotechnology and Bioengineering, 2004, 85(7): 714-721.
[12] QIAO Z, SHI Y, YI J, et al. Low frequency ultrasound enhanced the antioxidant activity and isoflavones accumulation of soybean sprouts by inducing oxidant stress[J]. Food Bioscience, 2024, 60: 104360.
[13] ROKHINA E V, LENS P, VIRKUTYTE J. Low-frequency ultrasound in biotechnology: state of the art[J]. Trends in Biotechnology, 2009, 27(5): 298-306.
[14] MHAMDI A, VAN BREUSEGEM F. Reactive oxygen species in plant development[J]. Development, 2018, 145(15): dev164376.
[15] HASAN M M, BASHIR T, BAE H. Use of ultrasonication technology for the increased production of plant secondary metabolites[J]. Molecules, 2017, 22(7): 1046.
[16] HATAMI M, GHORBANPOUR M. Metal and metal oxide nanoparticles-induced reactive oxygen species: phytotoxicity and detoxification mechanisms in plant cell[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2024, 213: 108847.
[17] 牛培荣, 马存福, 魏晓博, 等. 低压静电场处理对樱桃番茄采后品质及线粒体氧化还原代谢的影响[J]. 食品科学技术学报, 2024, 42(6): 91-101.NIU P R, MA C F, WEI X B, et al. Effect of low-voltage electrostatic field treatment on postharvest quality and mitochondrial redox metabolism of cherry tomatoes[J]. Journal of Food Science and Technology, 2024, 42(6): 91-101.
[18] JIANG Z, ZHENG Y, QIU R, et al. Short UV-B exposure stimulated enzymatic and nonenzymatic antioxidants and reduced oxidative stress of cold-stored mangoes[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2015, 63(51): 10965-10972.
[19] SEONG E, HEO H, SANG JEONG H, et al. Enhancement of bioactive compounds and biological activities of Centella asiatica through ultrasound treatment[J]. Ultrasonics sonochemistry, 2023, 94: 106353.
[20] YU J, ENGESETH N J, FENG H. High intensity ultrasound as an abiotic elicitor—effects on antioxidant capacity and overall quality of Romaine lettuce[J]. Food and Bioprocess Technology, 2016, 9(2): 262-273.
[21] YEOH W K, ALI A. Ultrasound treatment on phenolic metabolism and antioxidant capacity of fresh-cut pineapple during cold storage[J]. Food Chemistry, 2017, 216: 247-253.
[22] CHEN B, HUANG J, WANG J, et al. Ultrasound effects on the antioxidative defense systems of Porphyri-dium cruentum[J]. Colloids and Surfaces B: Biointer-faces, 2008, 61(1): 88-92.
[23] SONG L, YI R, LUO H, et al. Postharvest 1-methylcyclopropene application delays leaf yellowing of pak choi (Brassica rapa subsp. chinensis) by improving chloroplast antioxidant capacity and maintaining chloroplast structural integrity during storage at 20 ℃[J]. Scientia Horticulturae, 2020, 270: 109466.
[24] HABIBI F, RAMEZANIAN A, RAHEMI M, et al. Postharvest treatments with γ-aminobutyric acid, methyl jasmonate, or methyl salicylate enhance chilling tolerance of blood orange fruit at prolonged cold storage[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2019, 99(14): 6408-6417.
[25] PAN Y, CHEN L, PANG L, et al. Ultrasound treatment inhibits browning and improves antioxidant capacity of fresh-cut sweet potato during cold storage[J]. RSC Advances, 2020, 10(16): 9193-9202.
[26] YANG Z, CAO S, ZHENG Y, et al. Combined salicyclic acid and ultrasound treatments for reducing the chilling injury on peach fruit[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2012, 60(5): 1209-1212.
[27] ZHAO R, HAO J, XUE J, et al. Effect of high-voltage electrostatic field pretreatment on the antioxidant system in stored green mature tomatoes[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2011, 91(9): 1680-1686.
[28] 刘萍, 李明军. 植物生理学实验(第二版)[M]. 北京: 科学出版社, 2016: 54-57.LIU P, LI M J. Plant physiology experiments (2nd Edition)[M]. Beijing: Science Press, 2016: 54-57.
[29] LIN Y, LIN H, FAN Z, et al. Inhibitory effect of propyl gallate on pulp breakdown of longan fruit and its relationship with ROS metabolism[J]. Postharvest Biology and Technology, 2020, 168: 111272.
[30] 刘依朦. 超声联合钙盐对鲜切西生菜品质的影响及机理研究[D]. 沈阳: 沈阳农业大学, 2022. LIU Y M. Effects and mechanism of ultrasound combined with calcium salt on the quality of fresh-cut lettuce[D]. Shenyang: Shenyang Agricultural University, 2022.
[31] 王馨渝, 安容慧, 赵安琪, 等. 真空预冷与雾化ε-聚赖氨酸共处理对采后上海青品质的影响[J]. 食品科学技术学报, 2022, 40(6): 103-115.WANG X Y, AN R H, ZHAO A Q, et al. Effect of vacuum pre-cooling co-treated with atomized ε-polylysine on postharvest quality of pakchoi[J]. Journal of Food Science and Technology, 2022, 40(6): 103-115.
[32] WU Z, TU M, YANG X, et al. Effect of cutting on the reactive oxygen species accumulation and energy change in postharvest melon fruit during storage[J]. Scientia Horticulturae, 2019, 257: 108752.
[33] ZHANG J, JIANG H, LI Y, et al. Transcriptomic and physiological analysis reveals the possible mechanism of ultrasound inhibiting strawberry (Fragaria×ananassa Duch.) postharvest softening[J]. Frontiers in Nutrition, 2022, 9: 1066043.
[34] 范凯. 超声波/涂膜联合气调处理对鲜切生菜和黄瓜冷藏品质及其机理研究[D]. 无锡: 江南大学, 2020. FAN K. Study on the quality and mechanism of ultrasound/coating combined with modified atmosphere treatment on fresh-cut lettuce and cucumber during cold sto-rage[D]. Wuxi: Jiangnan University, 2020.
[35] 马杰, 胡文忠, 毕阳, 等. 外源乙烯和茉莉酸甲酯对鲜切甘蓝活性氧代谢的影响[J]. 食品工业科技, 2013, 34(20): 336-339.MA J, HU W Z, BI Y, et al. Effect of exogenous ethy-lene and methyl jasmonate (MeJA) on reactive oxygen metabolism in tissue of fresh-cut cabbage[J]. Science and Technology of Food Industry, 2013, 34(20): 336-339.
[36] 韩聪. 鲜切胡萝卜酚类物质合成积累及其调控机理研究[D]. 南京: 南京农业大学, 2017. HAN C. Biosynthesis and accumulation of phenolic compounds in fresh-cut carrot and its possible regulation mechanism[D]. Nanjing: Nanjing Agricultural University, 2017.
[37] 李萍. 超声波结合钙处理对桃、柿果实采后生理及品质的影响[D]. 乌鲁木齐: 新疆农业大学, 2007. LI P. Effects of ultrasonic wave combine CaCl2 treatment on physiology and quality of postharvest peach and persimmon fruits[D]. Urumqi: Xinjiang Agricultural University, 2007.
[38] DOBR
NSZKI J, HIDVÉGI N, GULYS A, et al. Abiotic stress elements in in vitro potato (Solanum tuberosum L.) exposed to air-based and liquid-based ultrasound: a comparative transcriptomic assessment[J]. Progress in Biophysics and Molecular Biology, 2020, 158: 47-56.
[39] 高梵. 损伤强度和UV-C处理对鲜切红心萝卜品质和抗氧化活性的影响[D]. 南京: 南京农业大学, 2016. GAO F. Effects of wounding intensity and UV-C treatment on quality and antioxidant capacity of fresh-cut red-fleshed radish [D]. Nanjing: Nanjing Agricultural University, 2016.
[40] SAFARI M, GHANATI F, BEHMANESH M, et al. Enhancement of antioxidant enzymes activity and expression of CAT and PAL genes in hazel (Corylus avellana L.) cells in response to low-intensity ultrasound[J]. Acta Physiologiae Plantarum, 2013, 35(9): 2847-2855.
[41] ZHANG X, GUO L, HONG C, et al. Accumulation of phenolic in fresh-cut lotus roots induced by thermosonication: regulation of phenylpropanoid pathway and reactive oxygen species metabolism[J]. Food Chemistry, 2025, 467: 142206.
[42] ZENG Z, LIU X, DENG Q, et al. Transcriptome analysis revealed mechanisms involved in improved germination and growth of sugarcane by ultrasonic treatment[J]. Industrial Crops and Products, 2023, 192: 116104.
[43] NI Z, XU S, YING T. The effect and mechanism of ultrasonic treatment on the postharvest texture of shiitake mushrooms (Lentinula edodes)[J]. International Journal of Food Science and Technology, 2018, 53(8): 1847-1854.
[44] 郁杰, 谢晶. ε-聚赖氨酸和L-抗坏血酸处理对鲜切菠菜品质的影响[J]. 食品科学, 2019, 40(17): 277-283. YU J, XIE J. Effects of ε-polylysine and L-ascorbic acid on the quality of fresh-cut spinach [J]. Food Science, 2019, 40(17): 277-283.
[45] 钱春梅, 谭兆赞, 李云, 等. 超声波对菜豆种子超氧化物歧化酶活性的影响[J]. 华南农业大学学报, 2004, 25(3): 73-77. QIAN C M, TAN Z Z, LI Y, et al. Effect of ultrasound on the activity of superoxide dismutase from kidney bean seeds[J]. Journal of South China Agricultural Univer-sity, 2004, 25(3): 73-77.
[46] MHAMDI A, NOCTOR G, BAKER A. Plant catalases: peroxisomal redox guardians[J]. Archives of Biochemistry and Biophysics, 2012, 525(2): 181-194.
[47] SANTOS J G, FERNANDES F A N, DE SIQUEIRA OLIVEIRA L, et al. Influence of ultrasound on fresh-cut mango quality through evaluation of enzymatic and oxidative metabolism[J]. Food and Bioprocess Technology, 2015, 8(7): 1532-1542.
[48] WANG W, MA X, ZOU M, et al. Effects of ultrasound on spoilage microorganisms, quality, and antioxidant capacity of-postharvest cherry tomatoes[J]. Journal of Food Science, 2015, 80(10): 2117-2126.
[49] 李冰, 王文宗, 林鸿佳, 等. 超声波对过氧化氢酶酶活影响的机理[J]. 华南理工大学学报(自然科学版), 2010, 38(12): 129-134. LI B, WANG W Z, LIN H J, et al. Mechanism of ultrasound effect on catalase activity[J]. Journal of South China University of Technology (Natural Science Edition), 2010, 38(12): 129-134.
[50] 曾敏. 低压静电场对樱桃番茄的保鲜机理研究[D]. 无锡: 江南大学, 2023. ZENG M. Study on the preservation mechanism of cherry tomato by low-voltage electrostatic field[D]. Wuxi: Jiangnan University, 2023.
[51] 李芮. 低温等离子体活化水对鲜切莲藕贮藏品质的影响及机理初探[D]. 南京: 南京农业大学, 2022. LI R. Preliminary study on the effects and mechanism of plasma-activated water on preservation of fresh-cut lotus root[D]. Nanjing: Nanjing Agricultural University, 2022.
[52] DAS K, ROYCHOUDHURY A. Reactive oxygen species (ROS) and response of antioxidants as ROS-scavengers during environmental stress in plants[J]. Frontiers in Environmental Science, 2014, 2: 53.
[53] 聂鑫森. 1-甲基环丙烯结合热处理对紫薯采后冷害的影响研究[D]. 郑州: 河南工业大学, 2023. NIE X S. Effect of 1-methylcyclopropene combined with heat treatment on chilling injury of purple sweet potato after harvest[D]. Zhengzhou: Henan University of Technology, 2023.
[54] HASANUZZAMAN M, BHUYAN M H M B, ANEE T I, et al. Regulation of ascorbate-glutathione pathway in mitigating oxidative damage in plants under abiotic stress[J]. Antioxidants, 2019, 8(9): 384.
[55] LIPLAP P, CHARLEBOIS D, CHARLES M T, et al. Tomato shelf-life extension at room temperature by hyperbaric pressure treatment[J]. Postharvest Biology and Technology, 2013, 86: 45-52.
[56] LI C, TAO J, WU Z. Gaseous ozone regulates reactive oxygen species metabolism and ascorbate-glutathione cycle to delay the senescence of fresh-cut red pitaya (Selenicereus undatus) fruit[J]. Scientia Horticulturae, 2023, 312: 111839.
[57] 王燕, 牛耀星, 叶力瑕, 等. 臭氧处理对猕猴桃采后抗氧化系统的影响[J]. 食品研究与开发, 2024, 45(7): 66-73. WANG Y, NIU Y X, YE L X, et al. Effects of ozone treatment on antioxidant system of kiwifruit after harvest[J]. Food Research and Development, 2024, 45(7): 66-73.
[58] CONG K P, LI T T, WU C E, et al. Effects of plasma-activated water on overall quality of fresh goji berries during storage[J]. Scientia Horticulturae, 2022, 293: 110650.
[59] 李静. 切割方式和UV-C处理对鲜切莴苣品质及抗氧化活性的影响[D]. 南京: 南京农业大学, 2017. LI J. Effects of cutting styles and UV-C treatment on quality and antioxidant activity of fresh-cut lettuce[D]. Nanjing: Nanjing Agricultural University, 2017.
[60] JACOBO-VELZQUEZ D A, MART
NEZ-HERNNDEZ G B, DEL C RODRGUEZ S, et al. Plants as biofactories: physiological role of reactive oxygen species on the accumulation of phenolic antioxidants in carrot tissue under wounding and hyperoxia stress[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2011, 59(12): 6583-6593.
[61] MITTLER R. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance[J]. Trends in Plant Science, 2002, 7(9): 405-410.
[62] 胡晓敏. 乳酸钙浸渍和短波紫外光照射对鲜切猕猴桃品质及抗氧化活性的影响[D]. 四川: 四川农业大学, 2022. HU X M. Impact of calcium lactate dips combined with and UV-C irradiation on the quality attributes and antioxidant capacities of fresh-cut kiwifruit slices[D]. Sichuan: Sichuan Agricultural University, 2022.
[63] LU C, DING J, PARK H K, et al. High intensity ultrasound as a physical elicitor affects secondary metabolites and antioxidant capacity of tomato fruits[J]. Food Control, 2020, 113: 107176.
[64] GANI A, BABA W N, AHMAD M, et al. Effect of ultrasound treatment on physico-chemical, nutraceutical and microbial quality of strawberry[J]. LWT-Food Science and Technology, 2016, 66: 496-502.
[65] JIDEANI A I O, SILUNGWE H, TAKALANI T, et al. Antioxidant-rich natural fruit and vegetable products and human health[J]. International Journal of Food Properties, 2021, 24(1), 41-67.
[66] GAO H, KANG L, LIU Q, et al. Effect of 24-epibrassinolide treatment on the metabolism of eggplant fruits in relation to development of pulp browning under chilling stress[J]. Journal of Food Science and Technology, 2015, 52(6): 3394-3401.
[67] HUAN C, AN X, YU M, et al. Effect of combined heat and 1-MCP treatment on the quality and antioxidant level of peach fruit during storage[J]. Postharvest Biology and Technology, 2018, 145: 193-202.
[68] 张鹏, 王童, 贾晓昱, 等. 1-MCP处理维持销地鲜切甘蓝的货架品质[J]. 现代食品科技, 2023, 39(6): 86-92. ZHANG P, WANG T, JIA X Y, et al. 1-MCP treatment maintains shelf quality of fresh-cut cabbage at marketing place[J]. Modern Food Science and Technology, 2023, 39(6): 86-92.
[69] 袁园. 低温等离子体活化水对鲜切生菜杀菌效能及贮藏品质的影响[D]. 南京: 南京农业大学, 2020. YUAN Y. The effect of cold plasma activated water on fresh-cut lettuce during storage[D]. Nanjing: Nanjing Agricultural University, 2020.
[70] HOULDSWORTH A. Role of oxidative stress in neurodegenerative disorders: a review of reactive oxygen species and prevention by antioxidants[J]. Brain Communications, 2023, 6(1): fcad356.
[71] HALLIWELL B. Understanding mechanisms of antioxidant action in health and disease[J]. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 2024, 25(1): 13-33.
[72] ZENG Z, CHEN J, LIU X, et al. Ultrasonic treatment alleviated cadmium stress in sugarcane via improving antioxidant activity and physiological and biochemical status[J]. Ecotoxicology and environmental safety, 2023, 263: 115381.
[73] JOMOVA K, ALOMAR S Y, ALWASEL S H, et al. Several lines of antioxidant defense against oxidative stress: antioxidant enzymes, nanomaterials with multiple enzyme-mimicking activities, and low-molecular-weight antioxidants[J]. Archives of Toxicology, 2024, 98(5): 1323-1367.
Abstract：To explore the influences of ultrasonic washing on the antioxidant systems of fresh-cut red cabbages, fresh-cut red cabbages were subjected to ultrasonic washing [frequency (28±2) kHz, power density 60 W/L, frequency cycle time 400 ms, and ultrasonic time 20 min] and stored at 4 ℃ for 8d. The effects of ultrasonic washing on levels of reactive oxygen species (ROS), antioxidant enzyme activities, antioxidant contents, antioxidant capacities, and oxidative damages in fresh-cut red cabbages were examined. The results revealed that ultrasonic washing initially induced the production of superoxide anion radicals and H2O2 in fresh-cut red cabbage during the initial storage period and subsequently reduced their accumulation during the later storage stages compared with the control group (distilled water washing). Ultrasonic treatment significantly enhanced the activities of antioxidant enzymes such as superoxide dismutase (SOD) and catalase (CAT). The SOD and CAT activities of the ultrasound-treated samples increased by 31% and 26% compared with the control ones on Day 2, respectively. In addition, ultrasonic washing improved the contents of endogenous antioxidants, including ascorbic acid (AsA) and reduced glutathione (GSH), by enhancing the activities of ascorbate peroxidase (APX) and glutathione reductase (GR). In particular, the APX activity, GR activity, AsA content, and GSH content in fresh-cut red cabbages after ultrasonic washing were increased by 20%, 17%, 9%, and 9% on Day 4, respectively. Ultrasonic washing also improved the antioxidant capacities of fresh-cut red cabbages and effectively inhibited the increase of malondialdehyde and relative conductivity during the later storage stages. These findings indicated that the accumulation of ROS caused by ultrasonic washing actively activated the antioxidant defense mechanisms of fresh-cut red cabbages. Ultrasonic washing increased the antioxidant capacities and alleviated oxidative damage of fresh-cut red cabbages by increasing enzyme activities and antioxidant contents.